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CODE : CM0331

Milieu hautement nutritif pour la culture des germes exigeants.

500 grammes permettent de préparer 12,8 litres de milieu.

PREPARATION
Verser 39 g de poudre dans un litre d’eau distillée. Porter à ébullition jusqu’à dissolution complète. Stériliser 15 minutes à 121°C à l’autoclave. Refroidir à 50°C et ajouter stérilement 5 % de sang défibriné stérile.

DESCRIPTION
Traditionnellement, les géloses de base au sang comportent, soit de l’hydrolysat de caséine, soit de l’infusion de viande. L’avantage du premier composé est de donner rapidement de grosses colonies, et celui du second de produire des zones d’hémolyse bien nettes et de bien différencier les colonies.
La gélose de base Columbia (Ellner et coll.¹) associe les avantages de ces deux types de milieux pour donner une gélose de base aux performances améliorées pour différentes applications :
Brucella
Pour préparer un milieu sélectif, ajouter un flacon de supplément sélectif pour Brucella (SR0083) à 500 ml de gélose de base Columbia fondue, stérilisée et contenant 5 à 10 % (vol/vol) de sérum inactivé de cheval et 1 % (pds/vol) de glucose.^2,3
Campylobacter
Pour préparer un milieu sélectif : dans 500 ml de gélose Columbia fondue, stérilisée et contenant le supplément de croissance pour Campylobacter (SR0084)^10,11 et 5 à 10 % (vol/vol) de sang de cheval ou de mouton, ajouter :
–soit un flacon de supplément pour Campylobacter (Skirrow) (SR0069)⁴
– soit un flacon de supplément pour Campylobacter (Butzler) (SR0085 ou SR0207)^5,6
–soit un flacon de supplément pour Campylobacter (Blaser-Wang) (SR0098)^7,8,9
Cocci gram positif
Voir milieu sélectif pour Staphylocoques / Streptocoques.
Voir milieu sélectif pour Streptocoques.
Gardnerella
Voir milieu sélectif pour Gardnerella vaginalis.
Autres applications
La gélose de base Columbia, additionnée de sérum stérile, fournit un milieu efficace pour tester la virulence de Corynebacterium diphteriae. En suivant la technique préconisée, les lignes de précipitation toxine/antitoxine sont bien visibles en 48 heures.
L’addition de 5 ml d’extrait de Fildes (SR0046) et de 10 ml d’émulsion de jaunes d’oeufs (SR0047) à 100 ml de gélose de base Columbia fondue et stérile constitue un milieu de diagnostic pour C. perfringens lorsqu’il est utilisé avec l’antitoxine C. perfringens (réaction de Nagler) et avec la néomycine (100 à 125 µg/ml).^1,5

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–25°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Conserver les boîtes prêtes à l’emploi à 2–8°C.

PRECAUTIONS
Les cultures de Brucella sont très infectieuses et doivent être manipulées avec précaution. Incuber les boîtes 24 à 48 heures sous 5 à 10 % de CO2.
Les Campylobacter poussent mieux à 42°C (sauf C. fetus subsp. fetus) en micro-aérophilie (sachet générateur de gaz pour Campylobacter CN0025, CN0035 ou CN0020).
Les boîtes de milieu pour staphylocoques/streptocoques sont à incuber 18 heures à 37°C ; celles qui sont supplémentées pour streptocoques peuvent être incubées 18 heures à 37°C en aérobiose ou en anaérobiose.
Les boîtes de milieux supplémentés doivent être utilisées moins de 18 heures après leur préparation, pour garder un pouvoir sélectif maximum.
Les boîtes de milieux supplémentés pour Gardnerella doivent être incubées 48 heures à 37°C en atmosphère contenant 7 % de CO2 ^1,7.
Faire des tests de confirmation pour toutes les colonies issues de milieux au sang de cheval et pour les colonies ß hémolytiques obtenues sur gélose au sang humain ou de lapin.
Incuber les boîtes de gélose E-Y pour Clostridium 18 heures à 37°C ; rechercher les activités lécithinase et protéolytique. La lécithinase doit être inhibée par la présence d’antitoxine spécifique.

BIBLIOGRAPHIE
1 Ellner P.D., Stoessel C.J., Drakeford E. and Vasi F. (1966) Tech. Bull. Reg. Med. Techn. 36. No. 3, reprinted in Amer. J. Clin.
Path., (1966) 45. 502-504.
2 Farrell I.D. and Robinson L. (1972) J. Appl. Bact., 35. 625-630.
3 Hunter D. and Kearns M. (1977) Brit. Vet. J., 133. 486-489.
4 Skirrow M.B. (1977) B.M.J., (ii) 9-11.
5 DeKeyser P., Gossuin-Detrain M., Butzler J.P. and Sternon J. (1972) J. Infect. Dis., 125. 390-392.
6 Butzler J.P., DeKeyser P., Detrain M. and Dehaen F. (1973) J. Pediat., 32. 493.
7 Blaser M.J., Hardesty H.L., Powers B. and Wang W.L.L. (1980) J. Clin. Microbiol., 11. 309-313.
8. Blaser M.J., Berkowitz I.D., La Force F.M., Cravens J., Reller L.B. and Wang W.L.L. (1979) Ann. Int. Med., 91. 179-185.
9. Blaser M.J., Cravens J., Powers B.U., La Force FM. & Wang W.L.L. (1979) Amer. J. Med., 67. 715-718.
10 George H.A., Hoffmann P.S. and Krieg M.R. (1978) xR.M. (1979)
11 Hoffman P. S., George H.A., Krieg H.R. and Smibert R.M. (1979) Canad. J. Microbiol., 25. 8-16.
12 Lowbury E.J.L. and Lilly H.A. (1955) J. Path. Bact., 70. 105-108.

Contrôle DE QUALITE