Oxoid - Product Detail

STREP PLUS

CODE : DR0575

Réactif pour groupage des streptocoques utilisant une extraction par l’acide nitreux pour l’identification rapide des streptocoques ßhémolytiques des groupes A, B, C, F et G de Lancefield.

COMPOSITION DU COFFRET
Coffret de 50 tests
Réactif d’extraction 1
Réactif d’extraction 2
Réactif d’extraction 3
Latex de groupage A Latex de groupage B
Latex de groupage C
Latex de groupage F
Latex de groupage G
Contrôle positif polyvalent
Cartes de réaction jetables

PRINCIPE
Les streptocoques ß-hémolytiques peuvent être classés en groupe de Lancefield, fondés sur la présence d’antigènes polysaccharidiques spécifiques. Pour l’extraction de cet antigène spécifique de groupe préalable au groupage, de nombreuse méthodes ont été utilisées : acide à chaud ¹, formamide ² à chaud ou extraction enzymatique ^3,4.
Le coffret pour groupage des streptocoques (DR0585A) utilise une extraction enzymatique. Une incubation de 10 minutes est nécessaire pour extraire les antigènes spécifiques des groupes A, B, C, D, F et G ⁵.
Le coffret Strep Plus utilise l’acide nitreux modifié pour extraire les antigènes de groupe et ne nécessite aucune incubation. L’antigène du groupe D n’est pas extrait efficacement par cette méthode. Une autre technique doit être utilisée en cas de suspicion de streptocoque du groupe D.

MODE D’EMPLOI
A. Préparation de l’échantillon
Les échantillons à tester doivent être cultivés sur gélose au sang une nuit à 37°C. Repérer les colonies hémolytiques suspectes. Il est recommandé de faire une coloration de Gram et une catalase pour confirmer qu’il s’agit bien de cocci Gram positif catalase négative.
B. Mode d’emploi
1. Utiliser 1 tube de 12x75 mm pour chaque échantillon.
2. Ajouter 3 gouttes de réactif 1 dans chaque tube en tenant le flacon en position verticale.
3. Ajouter 3 gouttes de réactif 2 dans chaque tube. La couleur de la solution vire du bleu au jaune orangé.
4. Prélever immédiatement 2 à 5 colonies ß-hémolytiques à l’aide d’une oese. S’il s’agit d’une culture mixte, éviter les contaminations. Ne pas utiliser d’écouvillons car il absorberait trop de liquide. Mélanger les réactifs d’extraction avec une oese. Emulsionner les colonies dans cette solution.
Si les colonies sont petites, prélever plus de 5 colonies : la suspension doit être légèrement trouble.
5. Ajouter 3 gouttes de réactif 3 dans chaque tube. La solution vire au bleu pale, indiquant qu’elle a bien été neutralisée. Si l’extrait n’est pas utilisé immédiatement, conserver le tube bouché à 2-8°C, au maximum 24 heures.
6. Déposer une goutte de chaque réactif au latex sur les cercles de la carte de réaction.
7. Avec une pipette Pasteur, déposer une goutte d’extrait sur chacun des 5 cercles.
8. A l’aide des bâtonnets fournis, mélanger de façon à couvrir toute la surface du cercle. Utiliser un bâtonnet différent pour chaque cercle.
9. Imprimer à la carte un mouvement de rotation circulaire et observer l’agglutination. Ne pas agiter plus d’une minute. Ne pas utiliser de loupe pour la lecture.
10.Eliminer la carte de réaction dans un désinfectant approprié.
11.Le contrôle positif doit être utilisé en suivant les étapes 6 à 10 pour vérifier les performances des réactifs au latex.
NB : Si certains cercles de la carte n’ont pas été utilisés, ils peuvent être découpés et conservés pour une utilisation ultérieure.

INTERPRETATION DES RESULTATS
Résultat positif
Le test doit être considéré comme positif si une agglutination apparaît avec l’un des réactifs de groupage ou si l’un des réactifs donne une réaction plus importante que les quatre autres.
Résultat négatif
Le test est négatif si aucune agglutination n’apparaît et si la suspension demeure uniformément bleue après 1 minute.
Réactions granuleuses ou filamenteuses
Des réactions granuleuses ou filamenteuses peuvent se produire. Elles sont dues à la nature de l’échantillon à tester. Elles peuvent être interprétées de la façon suivante :
. Le résultat est positif s’il y a éclaircissement notable du fond bleu.
. Le résultat est négatif s’il n’y a pas d’éclaircissement notable du fond bleu.

BIBLIOGRAPHIE
1. Lancefield, R.C. 1938. Proc. Soc. Exp.Biol., 38 :473-478.
2. Fuller, A.T. 1938. Brit.J.Exp. Path., 19 :130-139.
3. Maxted, W.R. 1948. Lancet,ii,255-256.
4. Ederer, G.M, Herman, M.M., Bruce,R., Matsen, J.M. and Chapman, S.S.1972. App.Microbiol., 23 :285-288.
5. Data on file, Oxoid.