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Ce milieu constitué par la gélose de base pour Campylobacter (CM0739) et le supplément sélectif (SR0155), permet l’isolement de Campylobacter jejuni, C. coli, C. laridis.

GELOSE DE BASE

CODE : CM0739

500 grammes permettent de préparer 11,0 litres de milieu.

SUPPLEMENT SELECTIF CCDA

CODE : SR0155

Chaque flacon permet de supplémenter 500 ml de milieu.

PREPARATION
Verser 22,75 g de gélose de base dans 500 ml d’eau distillée. Porter à ébullition jusqu’à dissolution complète. Stériliser 15 minutes à 121°C à l’autoclave. Refroidir à 50°C. Ajouter stérilement un flacon de supplément (SR0155) reconstitué par 2 ml d’eau distillée stérile. Bien mélanger et répartir.

DESCRIPTION
Ce milieu sélectif pour Campylobacter est basé sur la formule décrite par Bolton et coll.^1,2. Il est recommandé pour l’isolement sélectif de Campylobacter jejuni, Campylobacter coli et les Campylobacter thermophiles résistants à l’acide nalidixique³, à partir d’échantillons fécaux humains. Ce groupe de Campylobacter thermophiles résistants à l’acide nalidixique décrit par Skirrow et Benjamin a maintenant été officiellement décrit comme une nouvelle espèce C. laridis.⁴ Ce milieu qui fait référence au milieu modifié Charbon Céfopérazone Désoxycholate Agar (CCDA) a été développé pour remplacer le sang (total ou laqué) par du charbon, du sulfate de sodium et du pyruvate de sodium qui améliorent la pousse et l’aérotolérance des Campylobacter sp. Le milieu contient aussi de l’hydrolysat de caséine OXOID qui améliore la pousse de certaines souches de C. laridis présents dans l’environnement et contient des agents sélectifs : le désoxycholate de sodium, la céfopérazone et l’amphotéricine B. Le milieu est décrit comme modifié du fait de la substitution par la céfopérazone de la céfazoline présente dans le milieu d’origine CCD.¹ L’addition de céfopérazone améliore l’inhibition des contaminants. L’amphotéricine B supprime la croissance des levures et champignons contaminants. Ce milieu sélectif permet un meilleur isolement des Campylobacter, comparé avec le milieu de Preston⁵, à une température d’incubation de 37°C et 42°C. L’incubation des boîtes en microaérophilie et à une température de 42°C permet une récupération maximale des Campylobacter.
La morphologie des colonies de Campylobacter peut être utilisée comme un guide dans l’identification des espèces. Les souches de C. jejuni produisent des colonies étalées, plates, humides, grises, après 42 heures d’incubation à 42°C. Certaines souches peuvent avoir une teinte verdâtre, une apparence desséchée avec ou sans reflet métallique. Les souches de C. coli tendent à être de couleur gris crémeux, humides, légèrement bombées et généralement de petite taille. Les souches de C. laridis ont une morphologie variable ; certaines ont l’apparence de souches de C. coli et C. jejuni, d’autres présentent des colonies grises et petites.

UTILISATION
1 Préparer la gélose CCDA pour Campylobacter comme indiqué.
2 Emulsionner les échantillons à tester dans 3 ml d’eau peptonée à 0,1 %.
3 Ensemencer le milieu sélectif avec des écouvillons à embout coton afin d’obtenir des colonies isolées.
4 Incuber la boîte en atmosphère constituée d’environ 5 à 6 % d’oxygène, 10 % de CO2 et 84 à 85 % d’azote pendant 48 heures à 42°C. Utiliser pour cela les sachets de gaz pour Campylobacter (CN0035) en association avec la jarre pour anaérobie OXOID (HP0031). Pour les jarres de volume inférieur (2,5 litres), utiliser les sachets générateurs de gaz pour Campylobacter (CN0025) en association avec l’AnaeroJar (AG0025). Il est possible d’utiliser le système sans jarre CampyGen Compact (CN0020).
5 Examiner les boîtes et confirmer les colonies typiques comme étant Campylobacter jejuni, C. coli ou C. laridis.
La morphologie des colonies permet d’orienter le diagnostic d’espèce.
C. jejuni :
Colonies grises, humides, plates et confluentes. Certaines souches donnent des colonies verdâtres et sèches, avec ou sans reflet métallique.
C. coli :
Colonies beige-gris, humides, légèrement bombées et souvent petites.
C. laridis :
Colonies d’aspect variable ; certaines ont l’apparence des colonies de C. jejuni et C. coli, d’autres sont petites et grises.
Dans le cas d’une primoculture à partir d’un échantillon pathologique, les colonies ont souvent tendance à envahir le milieu.
Un schéma simple de différenciation des Campylobacter sp. est décrit par Skirrow et Benjamin.⁶
Si l’incubation à 42°C n’est pas facilement réalisable, incuber les boîtes à 37°C en sachant que le nombre de colonies obtenu sera plus faible.

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–25°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Conserver le milieu prêt à l’emploi à 2–8°C, deux semaines maximum.

CONTROLE DE QUALITE
Incubation à 42°C.
Contrôle positif :
Campylobacter jejuni ATCC® 29428
Contrôle négatif :
E. coli ATCC® 25922

PRECAUTIONS
Si les boîtes sont observées après 24 heures d’incubation, les traiter comme des cultures anaérobies. Lire les boîtes rapidement et les remettre tout de suite en atmosphère réduite en 02 pour conserver en vie les souches les plus sensibles à l’oxygène.
A 42°C, la sensibilité est améliorée et la croissance plus rapide, mais les souches non thermophiles ne pousseront pas (comme C. fetus subsp. fetus).
Les colonies isolées des prelèvements cliniques ont tendance à s’étaler.

BIBLIOGRAPHIE
1 Bolton F.J., Hutchinson D.N. and Coates D. (1984) J. Clin.Microbiol. 19. 169-171.
2 Bolton F.J. (1984) Personal Communication (in press for publication).
3 Skirrow M.B. and Benjamin J. (1980) J. Hyg. (Cambridge) 85. 427-442.
4 Benjamin J., Leaper S.M., Owen R.J. and Skirrow M.B. (1983) Current Microbiology 8. 231-238.
5 Bolton F.J. and Robertson L. (1982) J. Clin. Path. 35. 462-467.
6 Skirrow M.B. and Benjamin J. (1980) J. Clin. Path. 33.1122.

SUPPLEMENT CEFOPERAZONE, AMPHOTERICINE B, TEICOPLANINE (CAT)

CODE : SR0174

Chaque flacon permet de supplémenter 500 ml de milieu.

PREPARATION
Reconstituer un flacon avec 4 ml d’eau distillée stérile. Mélanger doucement. Préparer 500 ml de gélose pour Campylobacter (CM0739). Refroidir à 50°C et ajouter un flacon de SR0174. Bien mélanger et répartir en boîtes de Pétri stériles. Incuber la culture à 37°C pendant 48-72 heures en atmosphère microaérophile.