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CODE : CM0485

Milieu sélectif contenant du glucose pour l’isolement et la numération des entérobactéries dans les produits alimentaires.

500 grammes permettent de préparer 13 litres de milieu.

PREPARATION
Verser 38,5 g de poudre dans un litre d’eau distillée. Porter à ébullition jusqu’à dissolution complète. Ne pas autoclaver. Bien mélanger et répartir.

DESCRIPTION
Les résultats des tests que l’on peut appliquer à l’eau pour isoler les coliformes comme indicateurs possibles d’une contamination fécale, ont beaucoup moins de signification lorsqu’ils sont appliqués aux produits alimentaires crus. Pour l’examen des denrées alimentaires, il est recommandé ^1,2 d’isoler un groupe plus défini de microorganismes, les entérobactéries, qui fermentent le lactose et produisent de l’acide et/ou du gaz. En plus des coliformes, ce groupe inclut les Salmonella et les Shigella qui ne fermentent pas le lactose, ainsi que Escherichia coli entérotoxinogène. Il inclut également des microorganismes tels que Klebsiella et Citrobacter qui sont plus résistants à la chaleur que les coliformes et sont par conséquent de meilleurs indicateurs de l’échec des méthodes qui utilisent une chaleur minimale.
Mossel et coll. ³ qui ont étudié les difficultés à compter le nombre total d’entérobactéries dans les denrées alimentaires, ont montré que l’addition de glucose améliore la performance d’un milieu existant pour l’isolement des coliformes. Ils ont ajouté 10 g par litre de glucose à une gélose biliée au cristal violet et au rouge neutre (gélose VRBL, CM0107) et ont appelé la formule modifiée : gélose de Mac Conkey glucosée.
Des travaux supplémentaires de Mossel et coll.^4,5 ont montré que le lactose pouvait être enlevé, aboutissant à la composition de la gélose VRBG (CM0485). L’addition de lactose ne permettrait pas une identification plus précise.
Les milieux contenant des sels biliaires sont toxiques pour les entérobactéries, même pour les germes qui n’ont pas été stressés.^{6,7,8,9,10,11}
Des différences considérables entre six préparations de gélose VRBL ^4,5 commercialisées ont été observées en ce qui concerne leurs performances pour les entérobactéries.¹² Les composants du milieu Oxoid ont été testés conjointement avec Mossel qui a rédigé les spécifications suivantes :
1 Les milieux retenus doivent être clairs et produire des colonies de taille satisfaisante. La numération des colonies typiques d’entérobactéries doit être reproductible.
2 Testés quant à leur toxicité intrinsèque par une méthode anaérobie ¹³ en utilisant une souche de Yersinia enterocolitica (Sérotype 03) comme indicateur, les milieux doivent donner une pousse, une formation d’acide et, si nécessaire, une formation de gaz suffisantes.
3 Les milieux doivent confirmer le taux de colonies typiques, c’est-à-dire le nombre de colonies identifiées comme entérobactéries divisé par le nombre de colonies testées.
La gélose VRBG (CM0485) a été mise au point pour répondre à tous ces critères et est conforme aux recommandations de l’ISO.¹⁴

UTILISATION
Préparer des séries de dilutions des échantillons de sorte qu’au moins une produise de 100 à 200 colonies pour une aliquote de 1 ml. Transférer des aliquotes de 1 ml de chaque dilution dans des boîtes de Pétri de 9 cm en utilisant 2 boîtes pour chaque dilution. Ajouter 15 ml de milieu refroidi à 47°C. Mélanger par rotation. Après solidification du milieu, recouvrir avec 10 ml du même milieu et laisser solidifier. Retourner les boîtes et incuber à une température supérieure à 42°C pendant 18 heures, à 32°C pendant 24 à 48 heures ou à 4°C pendant 10 jours selon les groupes d’entérobactéries à isoler.¹⁵
La gélose en double couche assure des conditions anaérobies qui suppriment la pousse des bactéries Gram – non fermentantes. Elle facilite également la fermentation du glucose qui favorise la formation de colonies pourpres clairement visibles, entourées d’un halo pourpre.

LECTURE
Colonies rondes, de couleur pourpre, de 1 à 2 mm de diamètre, entourées d’un halo pourpre. Des tests supplémentaires doivent être faits pour confirmer l’identité de ces colonies.

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–25°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Conserver le milieu prêt à l’emploi à 2–8°C et l’utiliser rapidement.

CONTROLE DE QUALITE
Contrôle positif :
Escherichia coli ATCC® 25922
Contrôle négatif :
Staphylococcus aureus ATCC® 25923

PRECAUTIONS
Ce milieu n’est pas totalement spécifique des entérobactéries, d’autres microorganismes peuvent pousser tels que les Aeromonas et Yersinia sp.
La sélectivité du milieu diminue après 24 heures d’incubation et les microorganismes précédemment inhibés peuvent pousser.
Le milieu pour la technique en boîtes coulées doit être préparé extemporanément, refroidi à 47°C et utilisé dans les 3 heures.

BIBLIOGRAPHIE
1 WHO Technical Report Series N.598 (1976) Geneva, p. 51.
2 Mossel D.A.A. (1958) Zbl. Bakt. I. Ref. 166, 421-432.
3 Mossel D.A.A., Mengerink W.H.J. and Scholts H.H. (1962)  J. Bacteriol., 84, 381.
4 Mossel D.A.A., Eelderink I., Koopmans M. and van Rossem F. (1978) Lab. Practice 27, N°12, 1049-1050.
5 Mossel D.A.A. , Eelderink I., Koopmans M. and van Rossem F. (1979) J. Food Protect., 42, 470-475.
6 Mossel D.A.A. (1978) Food Technol. Austral., 30, 212-219.
7 Kroninger D.L. and Banwart G.J. (1978) J. Food Sci., 43, 1328-1329.
8 Bridson E.Y. (1978-79) in “Van Monster tot Resultaat” Nederland Society for Microbiology. Wageningen,pp. 58-67.
9 Burman N.P. (1955) Proc. Soc. Water Treatm. Exam., 4, 10-20.
10 Mossel D.A.A. and Harrewijn G.A. (1972) Alimenta, 11, 29-30.
11 Mossel D.A.A., Harrewijn G.A. and Nesselrooy-van Zadelhoff C.F.M. (1974) Health Labor. Sci., 11, 260-267.
12 Mossel D.A.A. (1971) Miscell. Papers Agricult. University Wageningen The Netherlands,9, 29-39.
13 Mossel D.A.A., Eelderink I. and Sutherland J.P. (1977) Zbl. Bakt. I., Orig., A238, 66-79.
14 International Organization for Standardization : Meat and meat products-detection and enumeration of Enterobacteriaceae. ISO/DIS 5552.1977.
15 Mossel D.A.A., van der Zee H., Hardon A.P. and van Netten P. (1986) J. Appl. Bact., 60, 289-295.