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Milieux De Culture Déshydratés

RAKA-RAY (GELOSE DE BASE)

CODE : CM0777


L’addition de phényléthanol et de cycloheximide donne un milieu sélectif pour l’isolement des bactéries lactiques présentes dans la bière ou dans les opérations de brassage.

COMPOSITION

(grammes/litre)

Extrait de levure 5,0
Tryptone 20,0
Concentré de foie 1,0
Maltose 10,0
Fructose 5,0
Glucose 5,0
Bétaïne (chlorhydrate) 2,0
Citrate d’ammonium 2,0

Aspartate de potassium

2,5
Glutamate de potassium 2,5
Sulfate de magnésium,7H2O 2,0
Sulfate de manganèse, 4H2O 0,66
Phosphate de potassium 2,0

N-acétyl glucosamine

0,5
Agar 17,0
pH 5,4 ± 0,2 

*  Acide L-aspartique = aspartate de potassium
** Acide L-glutamique = glutamate de potassium

 

Supplémentation par litre :

 

Tween 80 10 ml
Cycloheximide 7 mg
2-phényléthanol 3 g

*solution de cycloheximide à 0.1% réf. SR0222

PREPARATION
Verser 77,1 g de poudre dans un litre d’eau distillée. Ajouter 10 ml de polyoxyéthylène mono-oléate et 7 ml de solution de cycloheximide 0.1% (SR0222). Stériliser 15 minutes à 121°C à l’autoclave. Refroidir à 50-55°C et rajouter stérilement 3 g de phényléthanol. Répartir en boîtes de Pétri ou par volumes de 4 ml de milieu conservé à 55°C si on doit utiliser la technique en double couche.

DESCRIPTION
La gélose de Raka-Ray (CM0777) est basée sur la formule de Saha, Sandag et Middlekauff pour la recherche des bactéries lactiques dans la bière ou dans les opérations de brassage.1 Son utilisation est recommandée par l’“American Society of Brewing Chemists” (ASBC) 2, et par l’European Brewing Convention” (EBC) 3.


Les lactobacilles apparaissant lors du brassage sont des contaminants importants car les produits résultant de leur développement et de leur métabolisme sont souvent nuisibles pour le goût. La recherche est compliquée par les besoins nutritionnels et d’environnement de ces germes, et de nombreuses formules ont été décrites suite aux tentatives d’optimisation de leurs conditions de croissance.
Le milieu de Raka-Ray 31 a été mis au point pour aider les brasseurs à contrôler la fabrication de la bière rapidement et précisément pour un large éventail de germes dont les pédiocoques.


Des essais avec différents facteurs de croissance dans le milieu universel à la bière ont montré que certains agents comme le polyoxyéthylène mono-oléate, l’extrait de foie, l’extrait de levure et la N-acétyl glucosamine, donnaient des résultats supérieurs concernant la taille des colonies, leur nombre et le temps d’incubation comparés à ceux obtenus sur milieu universel à la bière non modifié.
Ces études ont fourni la base de la formule du milieu de Raka-Ray 3 dans lequel le polyoxyéthylène mono-oléate est inclus comme stimulant des bactéries lactiques en général.4 Le fructose présent est la source essentielle d’hydrate de carbone pour Lactobacillus fructivorans 5 tandis que le maltose permet de détecter les lactobacilles n’utilisant pas le glucose.6


Des détails ont souvent été modifiés dans la formule de Raka-Ray 3 publiée, suite aux tentatives (ultérieures) pour améliorer ses performances pour des germes et souches particuliers. Tous semblent capables d’utiliser le glucose.7 Une substitution partielle du fructose par le glucose a permis d’observer une amélioration de ce milieu.
La sélectivité du milieu est due à l’addition de 3 g/l de 2-phenyléthanol qui inhibe les germes Gram –, et de 7 mg de cycloheximide qui inhibe les levures.8


Lors d’études sur la performance comparée de différents milieux, Van Keer et coll5 ont trouvé que le milieu de Raka-Ray 3 donnait le nombre le plus élevé de colonies et permettait la numération d’un plus grand nombre de souches en 48 heures sur 30 souches de lactobacilles d’origines variées et incubées en semi-anaérobiose.


En comparant le milieu de Raka-Ray 3 et la gélose MRS, Hsu et Taparowsky9 ont trouvé le premier milieu supérieur pour Pediococcus cerevisiae mais moins efficace pour L. gayonii. Dans une autre étude, Hug, Schlienger et Pfenniger10 ont comparé le milieu de Raka-Ray 3 avec d’autres milieux pour Lactobacillus, dont la gélose MRS et des géloses au saccharose ; ils ont conclu à la supériorité du milieu de Raka-Ray 3 et de la gélose MRS.
 

 UTILISATION


Ensemencement en surface :
Ensemencer 0,1 ml d’échantillon par gélose. Incuber à 25–30°C en anaérobiose (AN0025, AN0035 ou AN0010). Ces systèmes ne requiert ni catalyseur, ni ajout d’eau. On peut aussi filtrer l’échantillon sur membrane et placer celle-ci sur le milieu en incubant comme indiqué.


Technique en double couche :
Répartir stérilement 4 ml de gélose de Raka-Ray dans de petits tubes et garder cette gélose fondue dans un bain-marie à 55°C.
Mélanger 1 ml de l’échantillon à tester avec les 4 ml de gélose et répartir immédiatement ce mélange sur une boîte de Pétri contenant 15 à 20 ml de gélose de Raka-Ray solide. Incuber en anaérobiose à 25–30°C (AN0025, AN0035 ou AN0010).
La couche supérieure de gélose étant très mince, on peut facilement prélever les colonies pour un examen ultérieur.
Conditions d’incubation : 4 jours d’incubation sont en général suffisants, mais des organismes à croissance lente peuvent nécessiter jusqu’à 7 jours.
En fonction des conditions de croissance des bactéries lactiques, une atmosphère semi-anaérobie peut être nécessaire (CN0025, CN0035 ou CN0020).
 

APPARENCE

Milieu déshydraté : poudre fine, jaune pailleMilieu reconstitué :  jaune paille

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–30°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Conserver le milieu prêt à l’emploi à 2–8°C.
ASPECTMilieu déshydraté : jaune paille, poudre fineMilieu reconstitué : gélose jaune paille 

CONTROLE DE QUALITE

 Contrôle positif

 résultats

 Lactobacillus brevis ATCC® 14869 Bonne croissance, colonies crèmes/blanches

 Contrôle négatif

 résultats

 Escherichia coli ATCC® 25922* inhibé

* souche disponibles en Cultiloops™


PRECAUTIONS
Bien que la concentration en cycloheximide dans le milieu soit en-dessous du seuil toxique, respecter les précautions d’usage indiquées dans la fiche de sécurité du produit.


BIBLIOGRAPHIE
1 Saha R.B., Sondag R.J. and Middlekauff J.E. (1974), Proceedings of the American Society of Brewing Chemists,
9th Congress, 1974.
2 Methods of Analysis of the ASBC (1976) 7th Edition, The Society, St. Paul, Mn USA.
3 European Brewing Convention, EBC Analytica Microbiologica : Part II J. Inst. Brewing (1981), 87, 303-321.
4 Mauld B. and Seidel H. (1971), Brauwissenschaft 24, 105.
5 Van Keer B., Van Melkebeke L., Vertriest W., Hoozee G. and Van Schoonenberghe E. (1983) J. Inst. Brewing 89, 361-363.
6 Lawrence D.R. and Leedham P.A. (1979) J. Inst. Brewing 85, 119.
7 Coster E. and White H.R. (1951), J. Gen. Microbiol., 37, 15.
8 S. Shaw - Personal communication.
9 Hsu W.P. and Taparowsky J.A. (1977) Brewers Digest 52, 48.
10 Hug H., Schlienger E. and Pfenniger H. (1978), Braueri-Rundschau, 89, 145.

 
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