Oxoid - Product Detail

La gélose Dichloran Rose-bengale Chloramphénicol est un milieu sélectif pour l’isolement et la numération des levures et moisissures présentes dans les aliments avariés.

GELOSE DE BASE

CODE : CM0727

COMPOSITION	(grammes/litre)
Peptone	5,0
Glucose	10,0
Dihydrogénophosphate de potassium	1,0
Sulfate de magnésium	0,5
Dichloran	0,002
Rose-bengale	0,025
Agar	15,0
pH 5,6 ± 0,2

SUPPLEMENT CHLORAMPHENICOL

CODE : SR0078

COMPOSITION	(par flacon)
Chloramphénicol	50 mg

PREPARATION
Ajouter 15,75 g de poudre à 500 ml (31.5g/L) d’eau distillée. Chauffer pour dissoudre complètement. Reconstituer un flacon de supplément Chloramphénicol (SR0078E) pour 500 ml de milieu ou un flacon de supplément Chloramphénicol (SR0078H) pour 2L. Ajouter le supplément au milieu de base DRBC. Stériliser 15 minutes à 121°C à l’autoclave. Refroidir à 50°C. Bien mélanger et répartir en boîtes de Pétri stériles.

DESCRIPTION
Le milieu Dichloran Rose-bengale Chloramphénicol (DRBC) (CM0727) est basé sur la formule décrite par King et coll.11,2 Il est recommandé comme milieu sélectif pour l’isolement et la numération des levures et des moisissures caractéristiques des aliments avariés.
Le milieu DRBC est une modification du milieu Rose-bengale Chloramphénicol. 3 Il en diffère par un pH abaissé à 5,6, une teneur en Rose-bengale réduite de 50 % et l’addition du Dichloran.

L’effet cumulé de ces différentes modifications a pour but d’augmenter l’inhibition de la croissance bactérienne, d’inhiber l’envahissement par les moisissures telles que Rhizopus et Mucor et de permettre la pousse des espèces qui ne peuvent être isolées sur gélose Rose-bengale Chloramphénicol ou gélose pomme de terre glucose acidifiée.1 L’inhibition de l’envahissement par les moisissures et la diminution générale de la taille des colonies améliorent la numération et la détection des moisissures mycotoxinogènes et des autres espèces caractéristiques des aliments avariés.6

Lors d’une étude collaborative menée par neuf laboratoires anglais, le milieu DRBC s’est avéré être le meilleur des 5 milieux testés pour l’isolement des levures et moisissures à partir de différents échantillons alimentaires.7
La gélose Rose-bengale Chloramphénicol doit être utilisée quand on veut avoir une vue d’ensemble des différents champignons, notamment des espèces envahissantes, alors que la gélose DRBC seule les inhiberait.

La diminution du pH dans la gélose DRBC augmente l’inhibition des levures par le Rose-bengale1 et inversement, l’utilisation en parallèle de la gélose Rose-bengale Chloramphénicol (pH 7,2) doit être envisagée quand il est nécessaire de réaliser la numération des levures en présence des moisissures.

UTILISATION
1Préparer comme indiqué le milieu DRBC à partir du CM0727 et du SR0078.
2 Ajouter 40 ml de l’échantillon à 200 ml d’eau peptonée à 0,1 %, broyer 30 secondes4 ou bien ajouter l’échantillon tel quel dans l’eau peptonée à 0,1 % et agiter périodiquement pendant 30 minutes5.
3 Ensemencer 0,1 ml de ce mélange sur la surface du milieu.
4 Incuber à 25°C et examiner après 3, 4 et 5 jours.
5 Ramener au nombre de colonies/gramme d’aliment.

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–30°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Conserver les boîtes prêtes à l’emploi à 2–8°C.

CONTROLE DE QUALITE
Contrôle positif :
Aspergillu brasiliensis ATCC® 9642* => mycélium blanc/jaune, spores noires
Saccharomyces cerevisiae ATCC® 9763* => bonne croissance, colonies roses

Contrôle négatif :
Escherichia coli ATCC® 25922* => pas de pousse
Bacillus subtilis ATCC® 6633* => pas de pousse.

* ces souches sont disponibles en Cultiloops™

PRECAUTIONS
Le Rose-bengale oxydé par la lumière forme des dérivés toxiques. Conserver ce milieu à l’obscurité8. Certaines souches de champignons peuvent être inhibées sur ce milieu.
Le Dichloran utilisé dans ce milieu est le 2,6-dichloro-4-nitro-analine (CAS : 99-30-9) Botran®.

BIBLIOGRAPHIE
1 King D.A. Jr., Hocking A.D. and Pitt J.I. (1979) J. Appl. & Environ. Microbiol., 37. 959-964.
2 Pitt J.I. (1984) Personal Communication
3 Jarvis B. (1973) J. Appl. Bact., 36. 723-727.
4 Sharp A.N. and Jackson A.K. (1972) J. Appl. Bact. 24. 175-178.
5 Sharf J.M. (ed) (1966) 2nd ed American Public Health Association, New-York.
6 Thomson G.F. (1984) Food Microbiol., 1. 223-227.
7 Seiler D.A.L. (1985) Int. J. Food Techn., 2. 123-131.
8 Kramer C.L. and Pady S.M. (1961) Trans. Kan. Acad. Sci. 64. 110-116