• Home |
• Contacts |
• Quality Standards |
• Instructions for Use |
• Careers

Please click on a thumbnail to view the full size image and open the gallery.

BAIRD-PARKER (GELOSE)

CODE : CM0275

Milieu sélectif et spécifique qui permet l’isolement et le dénombrement de Staphylococcus aureus dans les aliments.

500 grammes permettent de préparer 7,9 litres de milieu.

PREPARATION
Verser 63 g de poudre dans un litre d’eau distillée. Porter à ébullition jusqu’à dissolution complète. Stériliser 15 minutes à 121°C à l’autoclave. Laisser refroidir jusqu’à 50°C et ajouter stérilement 50 ml d’émulsion de jaunes d’oeufs avec tellurite (SR0054). Bien mélanger et répartir.
Les boîtes de Pétri ainsi préparées doivent être conservées à 2-8°C.

DESCRIPTION (avec émulsion de jaunes d’oeufs + tellurite , SR0054)
Baird-Parker ¹ a élaboré ce milieu à partir de la formule tellurite /glycocolle de Zebovitz et col.²  et a démontré sa fiabilité en isolant Staphylococcus aureus dans des aliments.
Baird-Parker a ajouté du pyruvate de sodium pour protéger les germes stressés et favoriser leur récupération ² , et de l’émulsion de jaunes d’oeufs pour l’identification. Il est maintenant largement recommandé par des organismes nationaux et internationaux pour l’isolement de Staphylococcus aureus.⁴
Les agents sélectifs, glycocolle, lithium et tellurite , ont été soigneusement proportionnés pour supprimer la croissance de la plupart des bactéries présentes dans les aliments, sans inhiber Staphylococcus aureus .
L’émulsion de jaunes d’oeufs rend le milieu jaune et opaque. Staphylococcus aureus réduit le tellurite , donnant des colonies gris noir, brillantes, entourées d’une zone claire due à une réaction protéolytique. Cette zone claire autour d’une colonie gris noir typique permet le diagnostic de Staphylococcus aureus. Si l’on prolonge l’incubation, la plupart des souches de Staphylococcus aureus forment des halos opaques autour des colonies, ceci étant probablement dû à une lipase. Toutes les souches de Staphylococcus aureus ne produisent pas les deux réactions. Quelques souches de Staphylococcus saprophyticus produisent à la fois des zones claires et des halos opaques, mais on peut les distinguer de Staphylococcus aureus car le temps d’incubation nécessaire est plus long.⁵
Les colonies typiques de Staphylococcus aureus – mais ne présentant pas de réaction avec l’émulsion de jaunes d’oeufs – devraient également être testées (recherche de la coagulase ⁶ ).
Ces souches de Staphylococcus aureus négatives peuvent être présentes dans certains aliments, notamment dans le fromage.
Smith et Baird-Parker ⁷ découvrirent que l’addition de 50 µg de sulfamémazine par ml de milieu supprimait la croissance et la prolifération des Proteus . On peut ainsi récupérer un petit nombre de Staphylococcus aureus dans des échantillons fortement contaminés par le Proteus .
Baird-Parker et Davenport ⁸ ont montré que la récupération de staphylocoques stressés était meilleure avec le milieu de Baird- Parker qu’avec n’importe quel autre milieu testé.
Selon Broeke ⁹ et de Waart et coll.¹⁰, le milieu de Baird-Parker est bien adapté à des aliments incriminés dans les intoxications à staphylocoques. 97,5 % des 522 souches de Staphylococcus aureus testées, isolées à partir de prélèvements humains ou alimentaires, se sont développées de façon caractéristique et quantitative sur le milieu de Baird-Parke

UTILISATION
1  Sécher rapidement la surface du milieu avant utilisation.
2  A l’aide d’une spatule en verre, étaler 0,1 à 1,0 ml de dilution de l’échantillon alimentaire dans de l’eau peptonée
tamponnée. Laisser sécher. (On peut ensemencer plus de 0,5 ml dans les grandes boîtes de pétri de 24 cm).
3  Incuber les boîtes renversées à 37°C. Observer après 24 heures. Si la colonie est négative, incuber à nouveau 24 heures.

RESULTATS QUANTITATIFS
Incuber les boîtes pendant 48 heures et sélectionner celles qui présentent de 20 à 200 colonies. Compter les colonies de S. aureus et faire le test de la coagulase . Rapporter le nombre de S. aureus par gramme d’aliment.

SUPPLEMENT RPF

CODE : SR0122

Ce supplément remplace l’émulsion de jaunes d’oeufs avec tellurite (SR0054C) lorsqu’il est utilisé avec le milieu de Baird-Parker pour identifier les staphylocoques coagulase +.

Un flacon permet de supplémenter 90 ml de milieu.

PREPARATION
Ajouter stérilement 10 ml d’eau distillée stérile à un flacon. Agiter doucement par retournement jusqu’à dissolution complète. Eviter de faire mousser. La dissolution n’est pas obtenue immédiatement. Laisser reposer 5 à 10 minutes pour dissoudre complètement. Ajouter stérilement le contenu du flacon à 90 ml de gélose de base de Baird-Parker (usage RPF) refroidie à 48°C. Bien agiter et utiliser immédiatement.

DESCRIPTION (avec supplément RPF, SR0122)
L’inconvénient du milieu de Baird-Parker additionné d’émulsion de jaunes d’oeufs avec tellurite est qu’il faut confirmer l’identité des staphylocoques isolés en tant que S. aureus par le test de la coagulase . Certaines souches de S. aureus donnent une réaction négative avec le jaune d’oeuf ; il est donc nécessaire de confirmer l’identité de toutes les colonies suspectes.^11,12
Le jaune d’oeuf a donc été remplacé par du plasma de porc dans le milieu de Baird-Parker pour obtenir un test de coagulase in situ.¹³ Hauschild ¹⁴ a amélioré la fiabilité de la réaction de coagulase en ajoutant au plasma de porc du fibrinogène de boeuf et un inhibiteur de la trypsine. Beckers et coll.¹⁵ ont montré que l’utilisation de plasma de lapin à la place du plasma de porc permet d’éliminer les réactions faussement négatives ou faussement positives obtenues avec ce milieu. Ceux-ci ¹⁵ ont mis au point un supplément (plasma de lapin + fibrinogène + inhibiteur de la trypsine + tellurite ) qui donne des résultats de coagulase fiables avec S. aureus.
Sawhney ¹⁶ a observé des variations dans le rendement des cultures de S. aureus en comparant le supplément RPF avec le supplément au jaune d’oeufs. Il a montré qu’il était nécessaire de réduire le taux de tellurite dans le supplément RPF parce qu’il manque des facteurs protecteurs présents dans le jaune d’oeuf.
Le supplément RPF OXOID (SR0122) contient la quantité de tellurite optimale recommandée.
L’addition de supplément RPF au milieu de Baird-Parker donne une gélose translucide sur laquelle les zones opaques dues à la réaction de coagulase sont bien visibles.
CECI CONSTITUE UNE REACTION D’IDENTIFICATION. NE PAS AJOUTER D’EMULSION DE JAUNES D’OEUFS AVEC TELLURITE.

LECTURE
Il faut noter que la réduction du taux de tellurite peut entraîner l’absence de noircissement des colonies. Les colonies de S. aureus sont alors blanches, grises ou noires, entourées d’un halo de précipitation de la fibrine dû à la coagulase . S. epidermidis ne présente pas de coagulation après 24 heures d’incubation mais après 40 heures d’incubation.
La plupart des S. aureus sont ainsi détectés après 24 heures d’incubation.

UTILISATION
1    Méthode d’ensemencement en surface :
–   Préparer les boîtes de gélose RPF comme indiqué ci-dessus.
–   Mettre l’échantillon dans un stomacher ou autre homogénéiseur avec la quantité de diluant recommandée.
–   Ensemencer les boîtes avec 0,1 ml de l’échantillon préparé ou avec des dilutions décimales de celui-ci.
–   Incuber à 37°C et examiner après 24 et 48 heures.
–   Compter toutes les colonies présentant un halo opaque de précipitation. Ne pas limiter le comptage aux colonies noires.
–   Rendre le résultat en nombre de staphylocoques coagulase + par gramme d’aliment.
2    Autre méthode :
–   Maintenir la gélose RPF à 48°C.
–   Mettre l’échantillon dans un stomacher avec la quantité de diluant recommandée.
–   Mettre 1 ml de l’échantillon préparé ou des dilutions décimales de celui-ci dans des boîtes de pétri.
–   Ajouter stérilement 20 ml de gélose RPF et mélanger.
–   Incuber à 37°C et examiner après 24 et 48 heures.
–   Compter toutes les colonies présentant un halo de précipitation.
–   Rendre le résultat en nombre de staphylocoques coagulase + par gramme d’aliment.

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–25°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Les boîtes fraîchement préparées doivent être utilisées le plus rapidement possible.¹⁷

CONTROLE DE QUALITE
Contrôle positif :
Staphylococcus aureus ATCC ® 25923
Contrôle négatif :
Bacillus subtilis ATCC ® 6633
Staphylococcus epidermidis ATCC ® 12228

PRECAUTIONS
Considérer toutes les colonies suspectes comme étant du S. aureus sans tenir compte des réactions négatives sur le milieu, et effectuer des tests d’identification complémentaires.
Certains germes contaminants poussant à proximité des colonies coagulase + peuvent masquer partiellement le halo dû à la réaction de coagulation.

BIBLIOGRAPHIE
1  Baird Parker A.C. (1962), J. Appl . Bact ., 25, 12-19.
2  Zebovitz E., Evans J. B. and Niven C.F (1955), J. Bact . 70, 686-689.
3  Baird-Parker A.C. (1963), J. Gen. Microbiol ., 30, 409-413.
4  Chopin A., Malcom S., Jarvis G., Asperger H., Beckers H.J., Bertona A.M., Cominazzini C., Carini S., Lodi R., Hahn G., Heeschen W., Jans J.A., Jervis D., I., Lanier J.M., O’Connor F., Rea M., Rossi J., Seligmann R., Tesone S.,
Waes G., Mocquot G. and Pivnick H. (1985) ICMSF Methods studies XV.J. Food Protec ., 48, 21-27.
5  Shaw S., Scott. M. and Cowan T. (1957) J. Gen. Microbiol ., S, 1010-1023.
6  Devries L.A. and Hajek V. (1960), J. Appl . Bact ., 49, 1-11.
7  Smith B.A. and Baird-Parker A.C. (1964), J. Appl . Bact ., 27, 78-82.
8  Baird-Parker A.C. and Davenport E. (1965), J. Appl . Bact., 28, 390-402.
9  Broke R. Ten (1967) Antonie van Leeuwenhoek, 33, 220-236.
10  Waart J. de Mossel D.A.A., Broeke R. Ten and Moosdijk A. van de (1968), J. Appl. Bact ., 31, 276-285.
11  Owens J.J. and John P.C.L. (1975), J. Appl . Bact ., 39, 23-30.
12  Stadhauders J., Hassing F. and van Aalst -van Maren (1976), Netherlands Milk and Dairy Journal, 30, 222-229.
13  Devoyed J.J., Millet and Ocquot G. (1976), Canad . J. Microbiol ., 22, 1603-1611.
14  Hauschild A.H.U., Park C.E. and Hilscheimer R. (1979) Canad . J. Microbiol ., 25. 1052-1057.
15  Beckers N.J., Leusden F.M., Bindscheidler O. and Guerraz D. (1984) Canad . J. Microbiol ., 30. 470-474.
16  Sawhney D. (1986) J. Appl . Bact ., 61. 149-155.
17  Holbrook R., Anderson J.M. and Baird-Parker A.C. (1965) J. Appl . Bact ., 32. 187-191.