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Staphytect Plus Dryspot est un test d’agglutination 1 au latex sur carte, qui permet la différenciation de S. aureus pour la détection du clumping factor, la protéine A et des polysaccharides capsulaires spécifiques des souches métirésistantes (MRSA), des autres staphylocoques qui ne les possèdent pas.

COMPOSITION DU COFFRET
Coffret de 120 tests
DR0101 Cartes de réaction Staphytect Plus Dryspot particules de latex bleues sensibilisées par du fibrinogène de porc et des IgG de lapin contenant des anticorps polyclonaux spécifiques dirigés contre les polysaccharides capsulaires de S. aureus.
4 sachets contenant chacun 10 cartes et un dessicateur.
Il y a 3 zones test et 3 zones de contrôle de la réaction sur chaque carte. soit 120 tests au total.
Clip de serrage en plastique pour conserver les sachets après ouverture.

Fiche technique
Matériel nécessaire, mais non fourni :
Solution saline (0,85 %)

PRINCIPE DU TEST
Le test traditionnel en tube détecte la coagulase extracellulaire. L’agglutination sur carte permet la mise en évidence du clumping factor (ou coagulase liée) présent à la surface des cellules. Plusieurs autres réactions telles que l’hémagglutination passive (Staphylase OXOID – DR0595) ou la recherche de DNase peuvent aussi être utilisées.
Environ 97 % des souches humaines de Staphylococcus aureus possèdent à la fois la coagulase liée et la coagulase extracellulaire.
95 % des souches humaines élaborent aussi la protéine
A qui présente la propriété de se lier au fragment Fc des immunoglobulines G (IgG) ².
Certaines souches de S. aureus méticilline-résistantes (MRSA) peuvent produire des taux indécelables de clumping factor et de protéine A ^3,4,5. Cependant, toutes ces souches possèdent des polysaccharides capsulaires ⁶. Cette capsule peut masquer à la fois la protéine Aet le clumping factor, empêchant ainsi l’agglutination.
Le Staphytect Plus est constitué de particules de latex bleues, sensibilisées par du fibrinogène de porc et des IgG de lapin incluant des anticorps polyclonaux spécifiques dirigés contre les polysaccharides capsulaires de S. aureus ^7,8.
Lorsqu’on mélange sur la carte le réactif avec les colonies de S. aureus, il apparaît une agglutination rapide due à la réaction entre le fibrinogène et le clumping factor, le fragment Fc des immunoglobulines G et la protéine A, les IgG spécifiques et les polysaccharides capsulaires. L’agglutination peut aussi apparaître avec d’autres espèces possédant le clumping factor et la protéine Atelles que Staphylococcus hyicus et Staphylococcus intermedius. En l’absence du clumping factor, de la protéine Aet des polysaccharides capsulaires spécifiques, la réaction doit être considérée comme négative. Staphylococcus epidermidis est le staphylocoque coagulase et protéine A négatives le plus souvent isolé.

MODE D’EMPLOI
A. Recueil et préparation des échantillons
Pour les détails concernant le recueil et le traitement des échantillons , un manuel standard de bactériologie doit être consulté ⁹.
Les colonies gram positif et catalase positive peuvent être testées à partir des milieux suivants :
Gélose au sang
Gélose nutritive
Gélose tryptone soja Gélose tryptone soja +5% de sang
Gélose Mannitol salée
Gélose Columbia Gélose Columbia ANC
Mueller Hinton +5% de sang
Baird Parker
CLED
Gélose Iso Sensitest
Gélose Iso Sensitest +5% de sang
Oxacilline Resistant Screening Agar (ORSA)
L’utilisation de cultures fraîches est recommandé (après 18 à 36 heures d’incubation). Les colonies ont tendance à agglutiner si la durée d’incubation dépasse 36 heures.
B. Mode opératoire
Méthode standard
1. Ajouter une goutte (50 µl) de solution saline (0.85 %) à la base du cercle prévu à cet effet, à la fois dans les zones test et de contrôle. Le liquide ne doit pas se mélanger aux réactifs de latex déshydratés.
2. Avec une oese stérile, prélever 5 colonies de taille moyenne (équivalent 2-3 mm) et les émulsionner doucement dans la goutte de solution saline. La solution obtenue doit être homogène.
3. A l’aide de l’oese, mélanger la suspension dans les zones de latex sec de contrôle jusqu’à homogénéisation complète en recouvrant toute la zone de réaction. Jeter ensuite l’oese de façon appropriée.
4. En utilisant une autre oese, procéder de la même façon avec le latex test.
5. Imprimer à la carte un mouvement de rotation douce pendant 20 secondes environ et observer l’agglutination sous une lumière normale. Ne pas utiliser de loupe pour la lecture.
6. Une fois le test terminé, éliminer les cartes de réaction dans une solution désinfectante.
Méthode pour les colonies à partir de l’Oxacilline Resistant Screening Agar (ORSA)
1. Utiliser une oese stérile pour prélever l’équivalent de 5 colonies suspectes de taille moyenne (équivalent 2-3 mm de diamètre) à partir d’une boîte et les déposer sur la zone de contrôle . A l’aide de l’oese, bien écraser les colonies pour les dissocier sous forme d’ un film fin, sans toucher les latex déshydratés.
2. Rajouter une goutte de solution saline (0.85%) directement sur le film pour former une suspension homogène et mélanger immédiatement.
3. Procéder de même pour la zone de réaction.
4-6. Procéder comme pour la méthode standard.
C. Lecture et interprétation des résultats
Un résultat est considéré comme positif s’il y a agglutination des particules de latex bleues en moins de 20 secondes (présence de S. aureus).
En cas de réaction négative, le latex demeure uniformément bleu dans le cercle test (absence de S. aureus).
Ne pas tenir compte d’une agglutination au-delà de 20 secondes.
Si le réactif de contrôle présente une agglutination, la réaction est ininterprétable. Ceci est le témoin d’une autoagglutination.
La réaction peut être filamenteuse ou granuleuse. Ceci est dû à la nature de l’échantillon et peut être interprété de la façon suivante :
- réaction positive si l’éclaircissement du fond est plus important avec le latex test qu’avec le latex de contrôle,
- réaction négative si le fond reste bleu avec le latex test et le latex de contrôle.

CONSERVATION
Conserver le coffret à 2-25°C jusqu’à la date de péremption.

BIBLIOGRAPHIE
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7. Fournier, J. M., Bouvet, A., Boutonnier, A., Audurier, A., Goldstein, F., Pierre, J., Bure, A., Lebrun, L. et Hochkeppel, H. K. (1987). Predominance of Capsular Polysaccharide Type 5 among Oxacillin-Resistant Staphylococcus aureus”. J.Clin.Microbiol. 25: 1932-1933.
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9. Kloos, W. E. et Jorgensen, J. H. (1988). Staphylococci. pp. 143-153. In Manual of Clinical Microbiology. 4th Edn. (Eds) Lennette, E. H., Balows, A., Hauser, W. J. et Shadomy, H. J.: Assoc.Amer. Microblol. Washington. 10. Data on file at Oxoid Ltd.