Oxoid - Product Detail

PREPARATION
Verser 39 g de poudre dans un litre d’eau distillée et porter à ébullition jusqu’à dissolution complète. Stériliser 15 minutes à 121°C à l’autoclave.

DESCRIPTION
Weckman et Catlin¹ ont établi que l’activité de la désoxyribonucléase, étant en étroite corrélation avec la production de coagulase, pouvait servir à identifier les staphylocoques pathogènes.
Jeffries et coll ² ont incorporé de l’ADN dans le milieu pour fournir une méthode simple de détection de la désoxyribonucléase. Les germes sont ensemencés en stries sur la surface de la gélose et incubés. La surface de la gélose est ensuite inondée avec de l’acide chlorhydrique N. L’ADN polymérisé précipite en présence d’HCl N et le milieu devient opaque.
Si les bactéries produisent une désoxyribonucléase en quantité suffisante, un halo clair dû à l’hydrolyse de l’ADN apparaît autour des colonies.
On a montré qu’il existait une bonne corrélation entre la production de désoxyribonucléase et l’activité de la coagulase ^2,3,4 sur des souches de Staphylococcus aureus provenant d’échantillons cliniques.
S. aureus et S. epidermidis produisent tous les deux une désoxyribonucléase extracellulaire ^6,7,8, mais en quantité plus importante pour S. aureus. ^1,7
Il est possible de modifier le milieu en ajoutant du mannitol (1% pds/vol) et du rouge de phénol ou du bleu de bromothymol (0,0025 % pds/vol) comme indicateur de fermentation du mannitol. ⁹ Il faut lire la réaction du pH autour des colonies avant d’inonder la boîte avec l’acide.
La réaction DNase aide à différencier et identifier Serratia marcescens ⁸, ne produisant pas de pigment (DNase+), des Klebsiella et Enterobacter(DNase–).
L’acide chlorhydrique N est bactéricide et on ne peut pas récupérer les bactéries sur la gélose après inondation.
L’incorporation de colorants dans le milieu est une modification supplémentaire qui permet de mettre en évidence l’hydrolyse de l’ADN sans utiliser d’acide. Le bleu de toluidine ⁸ et le vert de méthyle ¹⁰ forment des complexes colorés avec l’ADN polymérisé qui change de couleur quand il est hydrolysé.
Il faut noter que le bleu de toluidine inhibant les germes Gram+ est utilisé pour rechercher la désoxyribonucléase des entérobactéries. Il a été utilisé avec l’ampicilline (30 mg/l) pour mettre en évidence la production de désoxyribonucléase par Aeromonas hydrophila dans les selles.¹¹

UTILISATION
Ensemencer les boîtes par stries sur la surface de la gélose.
Si du mannitol ou des colorants ont été ajoutés au milieu, observer un éventuel changement de couleur des colonies. En l’absence de colorants, inonder les boîtes avec HCl N. Observer après quelques minutes les zones claires autour des colonies.

LECTURE SUR MILIEUX MODIFIES
1 Mannitol/indicateur de pH : Colonies jaunes entourées de halos jaunes : mannitol +.
Colonies de même couleur que le milieu: mannitol –.
2 Bleu de toluidine : Halo rose sur milieu bleu : DNase +.
Pas de halo : DNase –.
3 Vert de methyle : Halos presque décolorés : DNase +.
Pas de halo : DNase –.
4 Acide chlorhydrique N : Halos clairs bien délimités : DNase +.
Pas de halo clair : DNase –.

CONSERVATION
Conserver le milieu déshydraté à 10–25°C jusqu’à la date de péremption indiquée sur le flacon.
Conserver les boîtes coulées à 2–8°C.

CONTROLE DE QUALITE
Contrôle positif :
Staphylococcus aureus ATCC® 25923.
Serratia marcescens ATCC® 8100.
Contrôle négatif :
Staphylococcus epidermidis ATCC® 12228.
Klebsiella pneumoniae ATCC® 13883.

PRECAUTIONS
La mise en évidence de la désoxyribonucléase des staphylocoques est un indicateur de pathogénicité, mais ne peut être utilisée comme seul critère d’identification.
De petites zones d’éclaircissement peuvent être dues à la production d’autres enzymes ou acides organiques.⁷Des bactéries autres que les staphylocoques, Serratia et Aeromonas peuvent produire des désoxyribonucléases.
Une fois l’acide chlorhydrique ajouté au milieu, lire la réaction dans les minutes suivantes et ne pas faire d’autres tests en incubant à nouveau.
Le vert de méthyle peut être purifié par extraction dans le chloroforme.¹⁰Le bleu de toluidine a des performances variables selon son origine. Le bleu de toluidine Merck (1273) est satisfaisant. Ce colorant ne peut pas être utilisé pour les germes Gram+.

BIBLIOGRAPHIE
1 Weckman B.G. and Catlin B.W. (1957) Journal of Bacteriology, 73, 747-753.
2 Jeffries C.D., Holtman D.F. and Guse D.G. (1957) Journal of Bacteriology, 73, 590-591.
3 DiSalvo J.W. (1958) Med. Techns. Suppl. to U.S. Armed Forces Medical Journal, 9, 191-196.
4 Blair E.B., Emerson J.S. and Tull A.H. (1967) American Journal of Clin. Path., 47, 30-39.
5 Baird-Parker A.C. (1965) J. Gen. Microbiol., 38, 363-3670.
6 Raymond E.A. and Traub W.H. (1970) Appl. Microbiol., 19, 919-921.
7 Zierdt C.H. and Gold D.W. (1970) Appl. Microbiol., 20, 54-57.
8 Schreir J.B. (1969) Amer. J. Clin. Path., 51, 711-716.
9 Coobe E.R. (1968) Uister Med. J. 37, 146-149.
10 Smith P.B., Hancock G.A. and Rhoden D.L. (1969) Appl. Microbiol., 18, 991-994.
11 von Graevenitz A. and Zinterhofer L. (1970) Health Lab. Sci. T., 124-127.